【协和医学杂志】系统性硬化症合并微血管受累动物模型研究进展
时间：2026-07-28 21:21:26 热度：37.1℃ 作者：网络
深度解析医学证据，lxfs.net为你支撑决策
系统性硬化症（SSc）是一种慢性、多系统自身免疫性疾病，其临床表现复杂多样，涉及皮肤、内脏器官、血管和肌肉骨骼系统等多个方面[1]。近期全球荟萃分析数据显示，SSc的全球平均发病率约为1.4/10万，患病率约为17.6/10万，且女性发病率是男性的5倍[2]。现有研究多集中于疾病晚期纤维化形成机制方面，对SSc早期发病机制中微血管病变的探讨仍显不足[1]。实际上，几乎所有SSc患者均表现出不同程度的血管损伤，这些微血管病变不仅是引发与SSc及血管结构变化相关临床症状的关键病理事件，且在疾病发病机制中充当炎症与纤维化之间的桥梁[3]。
目前，SSc合并微血管病变的机制尚不明确。因此，构建合适的动物模型以模拟SSc的血管病理特征，并深入探讨其潜在发生机制，成为该领域的研究热点[4]。目前，全球多个研究团队已开发出20余种SSc动物模型，每种模型至少能够模拟SSc的1个特征，其中大多数模型主要以纤维化为特征，仅少数模型能够重现内皮功能障碍和血管生成缺陷[5]。本文将结合相关文献，对现有常见SSc合并血管病理特征动物模型的特点进行阐述，为合适模型的选择提供参考。
1 FLI-1转录因子相关小鼠模型
弗莱德白血病病毒整合位点-1 (FLI-1) 是E26 转化特异性（ETS）转录因子家族的原癌基因之一，作为转录抑制因子，通过C端激活（CTA）结构域降低胶原蛋白的表达，从而在细胞外基质（ECM）中发挥负调控作用[6]。在正常人体组织中，FLI-1主要在造血细胞和内皮细胞中表达，且在细胞发育、分化和血管生成过程中发挥重要调控作用[7]。
近期多项研究证实，由于FLI-1缺失造成的CC基序趋化因子受体6（CCR6）和CXC趋化因子配体4 (CXCL4)表达升高可能是引起SSc早期血管病变的关键中介分子[8-9]。因此，目前普遍认为FLI-1表达降低可能与SSc引起的微血管系统损伤相关。
1.1 内皮特异性敲除FLI-1小鼠模型
将FLI-1基因CTA结构域突变小鼠与血管内皮细胞特异性受体酪氨酸激酶2-重组酶（Tie2-Cre）转基因小鼠杂交，获得特异性敲除内皮细胞FLI-1基因的小鼠（FLI-1 ECKO），可重现SSc患者的血管表型。与正常小鼠相比，在组织学方面，FLI-1 ECKO小鼠可出现血管完整性受损、毛细血管通透性增加、真皮微血管网络紊乱、基底膜发育障碍等特征[10]。
更重要的是，FLI-1 ECKO小鼠中某些参与维持血管稳态的分子表达变化与SSc患者真皮组织的小血管系统十分相似，如与血管通透性增加相关的血管内皮钙黏蛋白（VE-Cadherin）和CD31等分子表达降低、真皮微血管中α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）阳性细胞减少，以及与血管基底膜发育功能障碍相关的基质金属蛋白酶(MMP)-9分子表达增加，可导致Ⅳ型胶原蛋白表达下降和蛋白多糖代偿性增加[11]。
然而，在FLI-1 ECKO小鼠中并未发现动脉内膜增生和血管周围炎症细胞浸润等SSc血管病变的其他特征性表现，此为该模型的局限性之一，可能提示FLI-1在发病过程中，仅起到中介作用，并不能解释所有病理表现，具体的上游及下游分子机制仍需研究进一步探索。
1.2 博来霉素处理FLI-1单倍剂量不足小鼠模型
使用博来霉素处理FLI-1单倍剂量不足（FLI-1+/-）小鼠是与该基因相关的另一种特殊动物模型。与博来霉素处理的野生型小鼠相比，FLI-1+/-小鼠的真皮微血管内皮细胞中细胞间黏附分子-1（ICAM-1）和糖基化依赖的细胞黏附分子-1（GlyCAM-1）表达增加，而E-选择素和P-选择素表达减低，进而促进辅助性T（Th)2/Th17细胞浸润皮肤组织，最终导致白细胞介素（IL）-4、IL-13和IL-17A促进皮肤纤维化进展[12]。
研究发现，FLI-1+/-小鼠真皮下部位的成纤维细胞特异性蛋白1（FSP1）/VE-cadherin双阳性细胞数量增加；此外，FLI-1基因缺失可通过增加人真皮微血管内皮细胞中SNAIL1 mRNA表达增加，继而诱导内皮-间质转化（EndoMT）发生，导致微血管结构不完整[13]。
1.3 KLF-5和FLI-1基因双杂合子缺陷小鼠模型
Kruppel样因子5（KLF-5）是SP/KLF转录因子家族成员之一，多项研究证实其参与了小鼠心脏和肾脏病理组织纤维化过程[14]。与SSc患者皮肤组织相关的DNA微矩阵芯片数据显示，相较于健康对照组，SSc患者的病变皮肤中KLF-5基因显著下调[15]。此外，KLF-5对FLI-1具有潜在协同效应，其缺乏被认为是SSc的潜在诱发因素[16]。因此，KLF-5和FLI-1基因双杂合子缺陷（KLF-5 +/-；FLI-1 +/-）小鼠模型是迄今唯一能够出现SSc三个主要临床病理特征（自身免疫、微血管病变和组织纤维化）的动物模型，且保留了SSc疾病的自然过程，即在皮肤纤维化发展之前出现自身免疫和血管病变，随后出现进行性肺纤维化[17]。
4周时（KLF-5 +/-；FLI-1 +/-）小鼠即可出现小动脉狭窄，8周时皮下血管数量显著减少，12周时出现B细胞激活和自身抗体产生。内皮细胞损伤随时间增加而逐渐加重，48周时出现肺动脉高压（PAH）典型的组织病理学特征、局灶性管腔内狭窄，肺小静脉显示内膜纤维化及血管周围炎症浸润，均提示肺静脉闭塞性疾病[18]Nakamura等[19]研究发现，该小鼠模型的微血管病变与真皮微血管内皮细胞（DMECs）、骨髓内皮祖细胞（BM-EPCs）及骨髓间充质干细胞（BM-MSCs）的相互诱导作用密切相关。
上述证据提示，FLI-1和KLF-5下调可能是导致SSc发生的重要事件，（KLF-5 +/-；FLI-1 +/-）小鼠成为目前研究SSc较为理想的实验动物模型。然而，与其他模型一样，未曾报道该模型可重现于SSc患者并观察到甲褶毛细血管增生性闭塞性血管病变，未来需进一步探究。
2 Fra-2转基因小鼠模型
Fos样抗原-2（Fra-2）基因编码一个分子量为46 kDa的蛋白质，属于激活蛋白-1（AP-1)家族的转录因子，由4个外显子组成，其序列与鸡c-Fos、鼠FosB和人c-Fos具有高度同源性[20-21]。Fra-2蛋白通过与细胞原癌基因Jun（c-Jun）形成异源二聚体，结合至AP-1位点上，从而调控下游基因的表达[22]。据报道，在SSc患者中，Fra-2表达水平在病变皮肤组织中α-SMA（+）成纤维细胞、血管平滑肌细胞和内皮细胞及心脏组织中均显著升高，可通过激活AP-1复合体和转化生长因子（TGF)-β信号通路，促进骨桥蛋白和细胞外基质蛋白的表达，而骨桥蛋白与肺动脉重塑密切相关[23]。上述研究结果表明，Fra-2过表达与SSc皮肤纤维化和血管病变发展相关。
Fra-2过表达转基因（Fra-2 Tg）小鼠通过在主要组织相容性复合体（MHC）-Ⅰ抗原H2-kb启动子的驱动下过表达Fra-2基因，模拟了SSc患者中Fra-2的高表达水平[24]。该模型在多个器官中表现出系统性炎症和纤维化，包括皮肤、肺和心脏等。在小鼠出生早期，6周时可出现轻微闭塞性血管病变，9周时出现较明显的微血管内皮细胞凋亡，12周时皮肤毛细血管减少并出现PAH，大多数小鼠可在20周前出现呼吸功能不全，并最终死亡[25]。虽然Fra-2 Tg小鼠表现出人类的SSc血管病变、纤维化等特征，但未能充分反映SSc患者中B细胞和T细胞在免疫异常中的作用。
研究发现，尽管Fra-2 Tg小鼠的血清中缺乏与血管内皮细胞、拓扑异构酶Ⅰ及其他与SSc相关的抗原自身抗体，但疾病状态并未因功能性B细胞和T细胞的缺失而改变[26]。表明该模型可能无法全面模拟SSc患者免疫系统的复杂异常变化。此外，Fra-2转基因小鼠模型的病变主要集中于肺部和皮肤的纤维化及血管重塑，而其他器官（如心脏、肾脏等）的病理变化并未被充分模拟[27]。同时，模型小鼠出现严重的PAH，导致其寿命在较大程度上缩短，这些不足限制了该模型在全面研究SSc多器官受累机制方面的应用。
3 uPAR敲除小鼠模型
尿激酶型纤溶酶原激活物受体（uPAR）,又称CD87抗原，作为纤溶系统的关键组成部分，在多种细胞上表达，其中包括成纤维细胞、血管内皮细胞、活化的T细胞、中性粒细胞等[28]。除参与纤溶过程外，其与尿激酶型纤溶酶原激活物（uPA）结合可激活基质金属蛋白酶（MMP），进而导致细胞外基质降解[29]。既往研究表明，uPAR表达降低与SSc患者外周血管发生障碍和EndoMT存在相关性[28,30]。提示uPAR减少可能在SSc发病机制中发挥重要作用。
相较于同批次对照组野生型小鼠，uPAR敲除（uPAR-/-）小鼠可出现明显的内皮细胞凋亡和毛细血管密度降低等现象。与SSc患者病理组织的小血管病变类似，可见周围炎症细胞浸润、CD31（+）毛细血管显著减少及在真皮微血管中发现移行EndoMT细胞。最后，可出现与SSc肺受累患者类似的非特异性间质性肺炎病理特征[31]。
此外，十分有趣的是，24周时uPAR-/-小鼠可出现心肌受累表现，包括局灶性心肌细胞损伤、血管周围心肌内皮细胞凋亡及肌成纤维细胞积累和斑片状胶原积累。此现象在SSc患者的尸检研究结果中也得到了证实，同时还伴随左心室心肌uPAR表达降低[32]。因此，uPAR-/-小鼠不仅为uPAR在SSc发病进程中的关键作用提供了证据，还可作为研究SSc微血管病变、纤维化机制及心肌受累等表型的新型动物模型供研究者使用。
4 激酶缺陷的TGF-β受体Ⅱ型小鼠模型
TGF-β是一种多功能细胞因子，通过与其受体结合，激活Smad信号通路或非Smad信号通路，调控细胞增殖、分化、迁移、凋亡及免疫反应等关键生物学过程[33-34]。TGF-β是SSc发病机制的关键因子，主要通过激活成纤维细胞和内皮细胞的信号通路，促进ECM过度沉积和血管重塑，导致血管壁增厚、管腔狭窄，最终引发血管功能障碍和组织缺氧[35]。在SSc患者中，TGF-β信号通路的异常激活与多种血管病变（如PAH、雷诺现象和皮肤溃疡等）密切相关[36]。
激酶缺陷的TGF-β受体Ⅱ型（TGF-βRⅡΔk-fib）小鼠模型通过成纤维细胞表达一种缺乏激酶活性的突变型TGF-βRⅡ，导致TGF-β信号通路异常激活。这种突变形式的TGF-βRⅡ通过与野生型TGF-βRⅡ结合，形成异源二聚体，从而引发持续的TGF-β信号传导[37]。在TGF-βRⅡΔk-fib小鼠中，可观察到真皮纤维化、肺纤维化斑片状区域、纤维化性心肌病和广泛性血管重塑[38]。
有趣的是，应用血管内皮生长因子（VEGF）抑制剂SU5416处理TGF-βRⅡΔk-fib小鼠，可诱导内皮损伤，诱发严重的肺小动脉闭塞性血管病变，后期甚至可出现肺动脉中层增厚、慢性炎症细胞浸润及右心室肥大等缺氧诱导的PAH特征[39]。该模型虽可作为一种新的诱导性PAH实用小鼠模型，用于临床前评估SSc相关微血管病变的治疗方法，但其不能稳定产生肺组织纤维化及免疫细胞浸润，且与 TGF-βRⅡ功能缺失突变相关的成纤维细胞激活及微血管改变机制仍未得到充分描述。
Palumbo-Zerr等[40]将可表达TGF-β的组成型活性形式TGFb-β 223/225腺病毒单次皮下注射至C57BL6/J小鼠体内，以诱导肺组织纤维化；注射1周后，小鼠即出现弥漫性血管病变。此外，有研究通过特异性诱导内皮细胞表达组成型TGF-βRI转基因小鼠，利用内皮细胞特异性Cdh5基因启动子驱动TGF-βRI表达，这种设计使得TGF-β信号通路在内皮细胞中被持续激活，从而模拟了SSc中内皮细胞功能障碍和血管重塑的病理过程，在该模型肺血管中观察到EndoMT和血管重塑现象，并伴随严重的肺组织纤维化[41]。
5 SIRT3敲除小鼠模型
SIRT3（Sirtuin 3）是一种线粒体定位的Ⅲ类组蛋白去乙酰化酶，属于在进化上高度保守的Sirtuins家族成员之一，广泛参与线粒体功能调控、抗氧化应激、细胞代谢和纤维化过程，被认为是维持线粒体结构完整的重要组分[42]。研究表明，相较于对照组健康人群的皮肤和肺组织，SSc患者的皮肤和肺组织中SIRT3表达降低，其表达水平也与皮肤病变严重程度和病程呈负相关[43]。此外，SIRT3通过调节自噬通量和线粒体功能以应对营养不足，而在高血压相关肾损伤中，SIRT3缺失可加剧铁过载和氧化应激反应[44]。上述功能可能与SSc纤维化及免疫失调过程存在关联。
在发病机制方面，SIRT3敲除（SIRT3-KO）小鼠的TGF-β表达增加，Smad3和β-连环蛋白的磷酸化水平降低，从而激活促纤维化基因。在血管受累方面，该模型主要集中表现为肺血管受累，缺乏明显的全身弥漫性微血管受累。SIRT3-KO小鼠可随月龄增大，逐渐自发出现肺动脉壁增厚、右心室肥大等现象，最终出现PAH，但局部炎症反应不明显[45]。这可能由于SIRT3缺失导致平滑肌细胞中线粒体功能受到抑制，进而促进血管重构和PAH发生。
值得注意的是，在SSc患者的皮肤活检和移植的成纤维细胞中，同属于Sirtuins家族成员的SIRT1表达显著下降[46]。在博来霉素诱导的小鼠模型中，SIRT1激动剂（如白藜芦醇）能够通过抑制TGF-β信号通路，从而逆转由博来霉素诱导的皮肤纤维化[47]。提示敲除SIRT1的小鼠可能复现某些SSc患者的临床表现，其是未来值得探索的一个领域。综上所述，该模型是一种在模拟SSc纤维化的基础上研究心肌受累和PAH的动物模型。
6 活性氧物质诱导小鼠模型
氧化应激是指体内氧化与抗氧化作用失衡，导致活性氧（ROSs）过量产生，从而引发细胞和组织损伤的现象[48]。SSc患者体内存在明显的氧化应激状态，ROSs含量与成纤维细胞增殖及胶原过度生成呈相互促进关系，其标志物包括丙二醛、低密度脂蛋白和8-异前列腺素（8-Isoprostane）等，这些标志物的升高反映了氧化应激程度，并与疾病严重程度存在相关[38]，如血清8-Isopro-stane水平与肺功能下降和肾血管损伤呈正相关。
次氯酸是一种经典的ROSs产生物质，直接参与纤维化、自身免疫过程和血管损伤的发展。次氯酸小鼠模型是通过向小鼠背部注射次氯酸（HClO）溶液诱导而成，根据构造模型的方案，通常向小鼠注射次氯酸溶液200 μL（每日1次），持续6周[49]。此外，其他研究使用不同剂量和不同稀释倍比的HClO也成功构造出SSc小鼠模型[50]。该模型在血管受累方面，主要表现为肾小动脉及肺血管损伤。一般可在皮肤和肺纤维化后，出现肾小动脉内膜纤维化、管腔直径减小及血管周围炎症细胞浸润，与SSc患者肾脏受累的病理结果相似。
该模型可在各种品系的小鼠中复现，包括BALB/c、C57BL/6、DBA/1或NZB小鼠，且在诱导皮肤、肺纤维化及肾血管受累的同时，还可使小鼠的血清产生抗DNA拓扑异构酶1抗体[51]。该模型是目前SSc研究中鲜有的出现肾血管受累表型的小鼠模型，其对于研究硬皮病肾危象（SRC）相关机制具有较大意义。然而，该模型诱导纤维化和血管病变的机制尚未完全明了，因此限制了其应用的普遍性。目前，该模型的皮肤和肺血管受累已被广泛证实，但不同研究对于肾小血管受累的报道结果不一致，有待未来研究进一步探索验证。
7 其他具有血管病理特征的动物模型
2014年，Maurer团队为探索VEGF在弥漫性SSc亚型小鼠中水平显著升高的具体发生机制，构建了过表达VEGF的转基因（VEGF Tg）小鼠模型。相较于野生型小鼠，VEGF Tg小鼠出现明显自发性皮肤纤维化和增生性血管病变，但未发现SSc相关自身抗体[52]。
肿瘤坏死因子（TNF）转基因小鼠被认为是一种新型SSc-PAH动物模型，其可表现出肺动脉增厚、血管纤维化、小动脉壁胶原沉积和管腔闭塞等血管病变特征，且伴有EndoMT及肺组织中TNF信号通路上调和免疫通路失调等现象[53]。这些病理特征和生物学机制与SSc-PAH十分相似，未来有望成为研究SSc-PAH发病机制的重要工具。
针对血管紧张素Ⅱ型1受体和内皮素-1 型A受体的自身抗体已在 SSc-PAH 患者中被发现。为评估这一假设，Becker等[54]将抗内皮素受体 A（ETAR）和抗血管紧张素Ⅱ受体-1（AT1R）从患者体内转移至健康C57BL6/J小鼠中，1周后可观察到肺小血管壁周围α-SMA表达增加，且在气管分支的血管周围发现淋巴细胞浸润，后续体外实验证明抗ETAR抗体和抗AT1R抗体具有激动剂功能，可诱导血管反应性增加及血管重构。
此外，也有研究指出，转基因过表达AngⅡ小鼠的血管损伤标志物显著增加，包括血管性血友病因子 (vWF)、血栓反应蛋白-1和MMP-12[55]。随后，有报道指出MMP-12缺乏可减轻血管紧张素Ⅱ诱导的血管内皮损伤[56]。因此，MMP- 12有望成为SSc的新治疗靶点。上述模型仅被少数团队用于研究，其血管病变较为局限，且缺乏组织纤维化和自身免疫等表现，其具体机制仍有待进一步阐明。
8 小结与展望
SSc相关血管病变的发病机制尚未完全明确，应用动物模型探索其具体分子机制具有重要意义。然而，鉴于SSc的复杂程度，完全复制人类SSc疾病表型的动物模型几乎不可能实现。目前，全身敲除uPAR小鼠模型、血管内皮特异性敲除FLI-1小鼠模型及Fra-2转基因小鼠模型主要用于SSc血管病变相关机制的研究，但在实际应用过程中也存在诸多不足。
首先，SSc的血管病变累及全身多个脏器，如肺、心、肾及胃肠道等，而这些模型的血管病理表现均为局部脏器表现，如uPAR-KO小鼠和Sirt3-KO小鼠用于心肌受累，HCLO诱导小鼠用于肾血管受累，TGF-βRⅡΔk-fib小鼠、Fra-2 Tg小鼠和TNF转基因小鼠可出现严重的PAH等，这些模型不足以模拟全身血管病变表现。
其次，大部分SSc血管病变相关小鼠模型均涉及基因工程技术，某些研究需使用多种动物模型以弥补单一模型的局限性，这些因素导致模型价格昂贵、技术难度大，无法保证其临床转化，其并不适合在普通实验室广泛应用。
最后，虽然啮齿类动物与人类基因具有同源性，在基因操作上与其他物种相比更具有优势，但人类与啮齿类动物在遗传和生理上存在明显差异，导致动物模型不可能精准再现人类疾病状态，许多实验数据与人体真实情况存在一定差距，有待进一步研究考证。因此，开发模拟人体疾病特征的精准体外模型越来越迫切。
综上所述，不同的动物模型各有其优缺点，整合不同动物模型将有助于更全面地模拟 SSc血管病变的复杂机制，为基础实验研究提供更有说服力的数据支持。
参考文献
［1］Volkmann E R, Andréasson K, Smith V. Systemic sclerosis［J］. Lancet, 2023, 401(10373): 304-318.
［2］Bairkdar M, Rossides M, Westerlind H, et al. Incidence and prevalence of systemic sclerosis globally: a comprehen-sive systematic review and meta-analysis［J］. Rheumatology (Oxford), 2021, 60(7): 3121-3133.
［3］Cutolo M, Soldano S, Smith V. Pathophysiology of systemic sclerosis: current understanding and new insights［J］. Expert Rev Clin Immunol, 2019, 15(7): 753-764.
［4］Huang H C, Zhang L L, Zhou J X, et al. Bibliometric insights into systemic sclerosis with renal involvement: trends, contributions, and future directions［J］. Ren Fail, 2025, 47(1): 2463583.
［5］Bi X J, Mills T, Wu M H. Animal models in systemic sclerosis: an update［J］. Curr Opin Rheumatol, 2023, 35(6): 364-370.
［6］Li L L, Yu J, Cheng S, et al. Transcription factor Fli-1 as a new target for antitumor drug development［J］. Int J Biol Macromol, 2022, 209(Pt A): 1155-1168.
［7］Zhang L L, Ge T W, Cui J W. FLI-1-driven regulation of endothelial cells in human diseases［J］. J Transl Med, 2024, 22(1): 740.
［8］Jiang Z X, Chen C, Yang S, et al. Contribution to the peripheral vasculopathy and endothelial cell dysfunction by CXCL4 in Systemic Sclerosis［J］. J Dermatol Sci, 2021, 104(1): 63-73.
［9］Ikawa T, Miyagawa T, Fukui Y, et al. Endothelial CCR6 expression due to FLI1 deficiency contributes to vasculopathy associated with systemic sclerosis［J］. Arthritis Res Ther, 2021, 23(1): 283.
［10］Asano Y, Stawski L, Hant F, et al. Endothelial Fli1 deficiency impairs vascular homeostasis: a role in scleroderma vasculopathy［J］. Am J Pathol, 2010, 176(4): 1983-1998.
［11］Saigusa R, Asano Y, Yamashita T, et al. Fli1 deficiency contributes to the downregulation of endothelial protein C receptor in systemic sclerosis: a possible role in prothrombotic conditions［J］. Br J Dermatol, 2016, 174(2): 338-347.
［12］Saigusa R, Asano Y, Taniguchi T, et al. Fli1-haploinsufficient dermal fibroblasts promote skin-localized transdifferentiation of Th2-like regulatory T cells［J］. Arthritis Res Ther, 2018, 20(1): 23.
［13］Takahashi T, Asano Y, Sugawara K, et al. Epithelial Fli1 deficiency drives systemic autoimmunity and fibrosis: possible roles in scleroderma［J］. J Exp Med, 2017, 214(4): 1129-1151.
［14］Asano Y. Double heterozygous mice for Klf5 and Fli1 genes: a new animal model of systemic sclerosis recapitulating its three cardinal pathological features［J］. Med Mol Morphol, 2015, 48(3): 123-128.
［15］Asano Y. What can we learn from Fli1-deficient mice, new animal models of systemic sclerosis?［J］. J Scleroderma Relat Disord, 2018, 3(1): 6-13.
［16］Mandujano A, Golubov M. Animal models of systemic sclerosis: using nailfold capillaroscopy as a potential tool to evaluate microcirculation and microangiopathy: a narrative review［J］. Life (Basel), 2022, 12(5): 703.
［17］Noda S, Asano Y, Nishimura S, et al. Simultaneous downregulation of KLF5 and Fli1 is a key feature underlying systemic sclerosis［J］. Nat Commun, 2014, 5: 5797.
［18］Saigusa R, Asano Y, Taniguchi T, et al. Multifaceted contribution of the TLR4-activated IRF5 transcription factor in systemic sclerosis［J］. Proc Natl Acad Sci U S A, 2015, 112(49): 15136-15141.
［19］Nakamura K, Taniguchi T, Hirabayashi M, et al. Altered properties of endothelial cells and mesenchymal stem cells underlying the development of scleroderma-like vasculopathy in KLF5+/-; Fli-1+/-mice［J］. Arthritis Rheumatol, 2020, 72(12): 2136-2146.
［20］Zheng S P, Liu Y. Progress in the study of Fra-2 in respiratory diseases［J］. Int J Mol Sci, 2024, 25(13): 7143.
［21］Rampioni Vinciguerra G L, Capece M, Scafetta G, et al. Role of Fra-2 in cancer［J］. Cell Death Differ, 2024, 31(2): 136-149.
［22］Lara Aparicio S Y, Laureani Fierro Á J, Aranda Abreu G E, et al. Current opinion on the use of c-Fos in neuroscience［J］. NeuroSci, 2022, 3(4): 687-702.
［23］Maurer B, Busch N, Jüngel A, et al. Transcription factor Fos-related antigen-2 induces progressive peripheral vasculopathy in mice closely resembling human systemic sclerosis［J］. Circulation, 2009, 120(23): 2367-2376.
［24］Vliagoftis H, Madala S K. Searching for an animal model with clinical features of scleroderma［J］. American thoracic society［J］. Am J Respir Cell Mol Biol, 2023, 69(4): 373-375.
［25］Renoux F, Stellato M, Haftmann C, et al. The AP1 transcription factor Fosl2 promotes systemic autoimmunity and inflammation by repressing Treg development［J］. Cell Rep, 2020, 31(13): 107826.
［26］Avouac J, Cauvet A, Orvain C, et al. Effects of B cell depletion by CD19-targeted chimeric antigen receptor T cells in a murine model of systemic sclerosis［J］. Arthritis Rheumatol, 2024, 76(2): 268-278.
［27］Birnhuber A, Biasin V, Jain P P, et al. Pulmonary vascular remodeling in Fra-2 transgenic mice is driven by type 2 inflammation and accompanied by pulmonary vascular hyperresponsiveness［J］. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2025, 328(3): L413-L429.
［28］Hamada M, Varkoly K S, Riyadh O, et al. Urokinase-type plasminogen activator receptor (uPAR) in inflammation and disease: a unique inflammatory pathway activator［J］. Biomedicines, 2024, 12(6): 1167.
［29］Kanno Y. The uPA/uPAR system orchestrates the inflammatory response, vascular homeostasis, and immune system in fibrosis progression［J］. Int J Mol Sci, 2023, 24(2): 1796.
［30］Romano E, Rosa I, Fioretto B S, et al. New insights into profibrotic myofibroblast formation in systemic sclerosis: when the vascular wall becomes the enemy［J］. Life (Basel), 2021, 11(7): 610.
［31］Manetti M, Romano E, Rosa I, et al. Endothelial-to-mesenchymal transition contributes to endothelial dysfunction and dermal fibrosis in systemic sclerosis［J］. Ann Rheum Dis, 2017, 76(5): 924-934.
［32］Manetti M, Rosa I, Fazi M, et al. Systemic sclerosis-like histopathological features in the myocardium of uPAR-deficient mice［J］. Ann Rheum Dis, 2016, 75(2): 474-478.
［33］Deng Z Q, Fan T, Xiao C, et al. TGF-β signaling in health, disease, and therapeutics［J］. Signal Transduct Target Ther, 2024, 9(1): 61.
［34］Tindall R R, Bailey-Lundberg J M, Cao Y N, et al. The TGF-β superfamily as potential therapeutic targets in pancreatic cancer［J］. Front Oncol, 2024, 14: 1362247.
［35］Ayub S, Shafi T, Rasool R, et al. Evaluating the role of active TGF-β1 as inflammatory biomarker in Kashmiri (North-Indian) patients with systemic sclerosis: a case-control study［J］. Adv Rheumatol, 2024, 64(1): 91.
［36］Van Caam A, Aarts J, Van Ee T, et al. TGFβ-mediated expression of TGFβ-activating integrins in SSc monocytes: disturbed activation of latent TGFβ?［J］. Arthritis Res Ther, 2020, 22(1): 42.
［37］Goldman N, Ong V H, Denton C P. Pathogenesis of interstitial lung disease in systemic sclerosis［J］. Rheumatol Immunol Res, 2024, 5(3): 141-151.
［38］Romano E, Rosa I, Fioretto B S, et al. Recent insights into cellular and molecular mechanisms of defective angiogenesis in systemic sclerosis［J］. Biomedicines, 2024, 12(6): 1331.
［39］Derrett-Smith E C, Dooley A, Gilbane A J, et al. Endothe-lial injury in a transforming growth factor β-dependent mouse model of scleroderma induces pulmonary arterial hypertension［J］. Arthritis Rheum, 2013, 65(11): 2928-2939.
［40］Palumbo-Zerr K, Zerr P, Distler A, et al. Orphan nuclear receptor NR4A1 regulates transforming growth factor-β signaling and fibrosis［J］. Nat Med, 2015, 21(2): 150-158.
［41］Wermuth P J, Carney K R, Mendoza F A, et al. Endothelial cell-specific activation of transforming growth factor-β signaling in mice induces cutaneous, visceral, and microvascular fibrosis［J］. Lab Invest, 2017, 97(7): 806-818.
［42］Oppedisano F, Nesci S, Spagnoletta A. Mitochondrial sirtuin 3 and role of natural compounds: the effect of post-translational modifications on cellular metabolism［J］. Crit Rev Biochem Mol Biol, 2024, 59(3/4): 199-220.
［43］Akamata K, Wei J, Bhattacharyya M, et al. SIRT3 is attenuated in systemic sclerosis skin and lungs, and its pharmacologic activation mitigates organ fibrosis［J］. Oncotarget, 2016, 7(43): 69321-69336.
［44］Feng X M, Su H, He X C, et al. SIRT3 deficiency sensitizes angiotensin-Ⅱ-induced renal fibrosis［J］. Cells, 2020, 9(11): 2510.
［45］Paulin R, Dromparis P, Sutendra G, et al. Sirtuin 3 deficiency is associated with inhibited mitochondrial function and pulmonary arterial hypertension in rodents and humans［J］. Cell Metab, 2014, 20(5): 827-839.
［46］Mouawad J E, Feghali-Bostwick C. The molecular mechanisms of systemic sclerosis-associated lung fibrosis［J］. Int J Mol Sci, 2023, 24(3): 2963.
［47］Yao Q C, Wu Q C, Xu X Y, et al. Resveratrol ameliorates systemic sclerosis via suppression of fibrosis and inflamma-tion through activation of SIRT1/mTOR signaling［J］. Drug Des Devel Ther, 2020, 14: 5337-5348.
［48］Li D X, Yu Q X, Wu R C, et al. Interactions between oxidative stress and senescence in cancer: mechanisms, therapeutic implications, and future perspectives［J］. Redox Biol, 2024, 73: 103208.
［49］Kavian N, Marut W, Servettaz A, et al. Reactive oxygen species-mediated killing of activated fibroblasts by arsenic trioxide ameliorates fibrosis in a murine model of systemic sclerosis［J］. Arthritis Rheum, 2012, 64(10): 3430-3440.
［50］Marut W, Jamier V, Kavian N, et al. The natural organosulfur compound dipropyltetrasulfide prevents HOCl-induced systemic sclerosis in the mouse［J］. Arthritis Res Ther, 2013, 15(5): R167.
［51］Al Onazi N, Alanazi M, Aloraini G, et al. Autoimmune diseases in animals［J］. Animal Models in Experimental Medicine, 2024, 38: 55-92.
［52］Maurer B, Distler A, Suliman Y A, et al. Vascular endothelial growth factor aggravates fibrosis and vasculopathy in experimental models of systemic sclerosis［J］. Ann Rheum Dis, 2014, 73(10): 1880-1887.
［53］Bell R D, White R J, Garcia-Hernandez M L, et al. Tumor necrosis factor induces obliterative pulmonary vascular disease in a novel model of connective tissue disease-associated pulmonary arterial hypertension［J］. Arthritis Rheumatol, 2020, 72(10): 1759-1770.
［54］Becker M O, Kill A, Kutsche M, et al. Vascular receptor autoantibodies in pulmonary arterial hypertension associated with systemic sclerosis［J］. Am J Respir Crit Care Med, 2014, 190(7): 808-817.
［55］Stawski L, Han R, Bujor A M, et al. Angiotensin Ⅱ induces skin fibrosis: a novel mouse model of dermal fibrosis［J］. Arthritis Res Ther, 2012, 14(4): R194.
［56］Stawski L, Haines P, Fine A, et al. MMP-12 deficiency attenuates angiotensin Ⅱ-induced vascular injury, M2 macrophage accumulation, and skin and heart fibrosis［J］. PLoS One, 2014, 9(10): e109763.
